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动物生理学实验(第二版) 版权信息
- ISBN：9787030409683
- 条形码：9787030409683 ; 978-7-03-040968-3
- 装帧：一般胶版纸
- 册数：暂无
- 重量：暂无
- 所属分类：>
动物生理学实验(第二版) 内容简介
本实验指导是全国高等农林院校规划教材《动物生理学》的配套教材。全书分三个部分，**部分的动物生理学实验基础介绍了常用的实验器械和仪器及其使用方法、常用实验动物和基本的生理手术操作技术、生物信号采集和数据处理方法；第二部分介绍了动物生理学基本实验48个，涉及神经和肌肉、血液和循环、呼吸、消化、中枢神经、内分泌和生殖等内容；第三部分针对硕士生入学考试提供了动物生理学实验试题及其参考答案。本教材结合当今生理学优选的实验设备的发展对生理实验中电、机械等信号的采集和处理实行了计算机化，显著提高了实验的效率。本书可供农林、综合性、师范和医学院校的动物医学、动物科学、生物学等专业的本科和专科学生使用，也可供药理和毒理学的师生参考。
动物生理学实验(第二版) 目录
目录
第二版前言
**版前言
**章 动物生理学实验基础 1
一、生理学实验课的目的和要求 1
（一）实验课的目的和要求 1
（二）实验结果的记录 2
（三）实验报告的撰写 3
二、动物生理学实验器械及其操作方法 3
（一）手术器械 4
（二）其他器械 5
（三）器械的消毒 6
三、动物生理学实验仪器 7
（一）电刺激系统 7
（二）生命维持系统 9
（三）信号采集系统 10
（四）计算机生物信号实验系统 12
四、实验动物操作技术 19
（一）常用实验动物介绍 19
（二）动物的标记 21
（三）动物的抓取 21
（四）动物的给药方法 23
（而）动物的麻醉 25
（六）动物体液采集技术 28
（七）实验动物的处死和护理方法 30
（八）动物生理手术基本操作技术 31
（九）部分动物生理学慢性实验手术方法 34
第二章 神经和肌肉 38
实验1 蟾蜍坐骨神经-腓肠肌标本的制备 38
实验2 生物电现象的观察 40
实验3 刺激强度与肌肉收缩的关系 41
实验4 强度一时间曲线的测定 42
实验5 神经干动作电位观察及其传导速度的测定 43
实验6 神经干不应期的测定 46
实验7 骨骼肌的单收缩和复合收缩 47
第三章 血液 49
实验8 血液组成和红细胞比容的测定 49
实验9 血细胞计数 51
实验10 血红蛋白含量的测定 54
实验11 红细胞渗透脆性的测定 55
实验12 红细胞沉降率的测定 57
实验13 血量的测定 58
实验14 白细胞分类 59
实验15 白细胞的机能 61
实验16 血液凝固 63
实验17 ABO血型鉴定和交叉配血 64
第四章 血液循环 67
实验18 蛙心起搏点分析 67
实验19 离体蛙心灌流 68
实验20 期前收缩和代偿间歇 70
实验21 容积导体及心电传导 72
实验22 心电图描记 74
实验23 心电与收缩活动的时相关系 76
实验24 蛙肠系膜微循环观察 77
实验25 动脉血压的直接测定及其影响因素 79
实验26 减压神经放电 81
第五章 呼吸 84
实验27 胸膜腔内压的测定 84
实验28 呼吸运动的调节 85
第六章 消化和能量代谢 88
实验29 胃肠运动的直接观察 88
实验30 消化道平滑肌的生理特性 89
实验31 小肠吸收与渗透压的关系 91
实验32 小鼠能量代谢的测定 92
第七章 泌尿 94
实验33 影响尿生成的因素 94
第八章 神经 96
实验34 反射弧的分析 96
实验35 脊髓背根和腹根的机能 98
实验36 脊髓反射 99
实验37 交互抑制 100
实验38 小脑的生理作用 101
实验39 大脑皮层的诱发电位 103
实验40 大脑皮层运动区的定位 104
实验41 去大脑僵直 106
实验42 迷路的破坏 107
实验43 血脑屏障 108
第九章 内分泌和生殖 110
实验44 甲状腺素对蝌蚪变态的影响 110
实验45 胰岛素和肾上腺素对血糖水平的调节 111
实验46 摘除肾上腺对动物的影响 112
实验47 甲状旁腺摘除对血钙水平的影响 113
实验48 垂体摘除对体内某些内分泌腺的影响 114
实验49 雄激素对鸡冠发育的作用 115
实验50 雌激素对雌性动物副性器官发育的影响 116
实验51 大鼠离体子宫平滑肌的运动描记 118
实验52 蛙的受精及卵裂的观察 120
第十章 动物生理学实验试题 122
一、实验试题 122
（一）选择题 122
（二）名词解释 129
（三）问答题 129
（四）实验考试例题 131
二、实验试题答案 131
（一）选择题 131
（二）名词解释题 132
（三）问答题 135
（四）实验考试例题答案 146
主要参考文献 149
附录 150
附录1 常用生理盐溶液的配制 150
附录2 常用抗凝剂 151
附录3 实验设计 151
附录4 常用统计指标和方法 153
附录5 综合性实验示例：消化液的消化作用及其分泌的调节 156
第二版前言
**版前言
**章 动物生理学实验基础 1
一、生理学实验课的目的和要求 1
（一）实验课的目的和要求 1
（二）实验结果的记录 2
（三）实验报告的撰写 3
二、动物生理学实验器械及其操作方法 3
（一）手术器械 4
（二）其他器械 5
（三）器械的消毒 6
三、动物生理学实验仪器 7
（一）电刺激系统 7
（二）生命维持系统 9
（三）信号采集系统 10
（四）计算机生物信号实验系统 12
四、实验动物操作技术 19
（一）常用实验动物介绍 19
（二）动物的标记 21
（三）动物的抓取 21
（四）动物的给药方法 23
（而）动物的麻醉 25
（六）动物体液采集技术 28
（七）实验动物的处死和护理方法 30
（八）动物生理手术基本操作技术 31
（九）部分动物生理学慢性实验手术方法 34
第二章 神经和肌肉 38
实验1 蟾蜍坐骨神经-腓肠肌标本的制备 38
实验2 生物电现象的观察 40
实验3 刺激强度与肌肉收缩的关系 41
实验4 强度一时间曲线的测定 42
实验5 神经干动作电位观察及其传导速度的测定 43
实验6 神经干不应期的测定 46
实验7 骨骼肌的单收缩和复合收缩 47
第三章 血液 49
实验8 血液组成和红细胞比容的测定 49
实验9 血细胞计数 51
实验10 血红蛋白含量的测定 54
实验11 红细胞渗透脆性的测定 55
实验12 红细胞沉降率的测定 57
实验13 血量的测定 58
实验14 白细胞分类 59
实验15 白细胞的机能 61
实验16 血液凝固 63
实验17 ABO血型鉴定和交叉配血 64
第四章 血液循环 67
实验18 蛙心起搏点分析 67
实验19 离体蛙心灌流 68
实验20 期前收缩和代偿间歇 70
实验21 容积导体及心电传导 72
实验22 心电图描记 74
实验23 心电与收缩活动的时相关系 76
实验24 蛙肠系膜微循环观察 77
实验25 动脉血压的直接测定及其影响因素 79
实验26 减压神经放电 81
第五章 呼吸 84
实验27 胸膜腔内压的测定 84
实验28 呼吸运动的调节 85
第六章 消化和能量代谢 88
实验29 胃肠运动的直接观察 88
实验30 消化道平滑肌的生理特性 89
实验31 小肠吸收与渗透压的关系 91
实验32 小鼠能量代谢的测定 92
第七章 泌尿 94
实验33 影响尿生成的因素 94
第八章 神经 96
实验34 反射弧的分析 96
实验35 脊髓背根和腹根的机能 98
实验36 脊髓反射 99
实验37 交互抑制 100
实验38 小脑的生理作用 101
实验39 大脑皮层的诱发电位 103
实验40 大脑皮层运动区的定位 104
实验41 去大脑僵直 106
实验42 迷路的破坏 107
实验43 血脑屏障 108
第九章 内分泌和生殖 110
实验44 甲状腺素对蝌蚪变态的影响 110
实验45 胰岛素和肾上腺素对血糖水平的调节 111
实验46 摘除肾上腺对动物的影响 112
实验47 甲状旁腺摘除对血钙水平的影响 113
实验48 垂体摘除对体内某些内分泌腺的影响 114
实验49 雄激素对鸡冠发育的作用 115
实验50 雌激素对雌性动物副性器官发育的影响 116
实验51 大鼠离体子宫平滑肌的运动描记 118
实验52 蛙的受精及卵裂的观察 120
第十章 动物生理学实验试题 122
一、实验试题 122
（一）选择题 122
（二）名词解释 129
（三）问答题 129
（四）实验考试例题 131
二、实验试题答案 131
（一）选择题 131
（二）名词解释题 132
（三）问答题 135
（四）实验考试例题答案 146
主要参考文献 149
附录 150
附录1 常用生理盐溶液的配制 150
附录2 常用抗凝剂 151
附录3 实验设计 151
附录4 常用统计指标和方法 153
附录5 综合性实验示例：消化液的消化作用及其分泌的调节 156
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动物生理学实验(第二版) 节选
**章 动物生理学实验基础 一、生理学实验课的目的和要求 （一）实验课的目的和要求 动物生理学是一门实验科学，其实验课的目的是通过实验使学生逐步掌握动物生理学实验的基本操作技术，了解获得动物生理学知识的实验方法，以及验证某些生理学基本理论，有助于理解、巩同和掌握相应的理论内容。更重要的是，通过实验可使学生学会科学的思维方法，提高分析问题和解决问题的能力，培养学生对科学实验认真的态度、创新的精神、缜密的方法和实事求是的工作作风，逐步培养学生对生理学现象进行观察比较、分析综合和独立思考的能力。 在整个实验过程中应达到以下要求。 1.实验前要求 (1)仔细阅读实验教材，了解实验的日的、原理、操作步骤和注意事项。 (2)结合实验内容复习有关理论，理解实验的理论背景知识。 (3)熟悉所用仪器的性能和手术的基本操作方法。 (4)对于可能出现非预期的情况建立预案。 (5)实验小组内人员进行分工，在确保实验顺利进行的同时兼顾每个人的动手机会。 2.实验中要求 (1)认真聆听指导教师的讲解，观察示教操作。 (2)按照实验步骤进行实验，不进行与实验无关的活动。 (3)仔细、耐心地观察和记录实验过程中出现的各种现象，认真思考和分析。如出现了什么现象？原因何在？这种现象有何生理意义？ (4)实验过程出现疑难之处，先自己设法排除，若解决不了再向指导教师请教。 (5)爱护实验设备，节省实验材料和药品。 (6)注意个人安全，正确对动物进行实验操作，特别是使用易燃易爆和腐蚀性试剂时要按照操作规程进行操作。 3.实验后要求 (1)将实验所用器械擦洗干净并妥善安放。如有损坏或缺少，应及时向任课教师报告。 (2)做好实验室的清洁工作，检查水电，关好门窗，将实验动物处死后安置于指定地点。 (3)整理实验记录，进行合理的分析处理后做出实验结论。 (4)认真撰写实验报告，按时交任课教师批阅。 (5)思考本实验内容是否还可进行拓展？利用本次实验可进行哪些探究性实验？ （二）实验结果的记录 实验结果的记录是所有实验操作中*重要的部分，应将实验过程中所观察到的现象客观地记录下来。凡属于测量性质的结果，如高低、长短、数量和速度等，均应以正确的单位和数值定量，如呼吸频率，不能只说加快或减慢，而应标出呼吸频率加快或减慢的具体数值和单位。凡有曲线记录的实验，都应在曲线上标注说明（如标注刺激记号、具体项日）等。 实验结果的记录要求是：①真实性。真实地记录实验结果和现象，不管实验结果与自己预测的是否相同，都应实事求是地记录下来，要真正反映客观事实。②原始性。及时记录实验*原始的现象和数据。③条理性。记录要整洁而有序，学会用简明的词语记下完整的结果，以便于实验结束后整理和分析。④完整性。完整的实验记录应包括题目、方法和步骤、结果、实验日期和实验者要素等。 实验过程中所得到的结果应以实验教学班为单位进行整理和分析，求出平均数、标准差及进行差异显著性检验。对于实验过程始终进行连续记录的曲线，可以将有代表性的曲线进行编辑，并作出相应的注释。实验所获数据、资料进行必要的统计学处理之后，为了便于比较、分析，提倡实验结果中某变量的增减及诸变量之间的相互关系以图表的方式明确地表达出来，这种直观的印象有助于理解和记忆，而且可以节约文字。 图表的绘制是动物生理学实验的基本要求，也是今后科学研究资料整理和论文写作的一项必不可少的技能。做表时，一般将观察项目（如刺激的各种条件）列在表内左侧，由上向下逐项填人，表的右侧可按时间或数量变化的顺序由左至右逐格写入。绘图时，根据是否为连续性的变化，常选用曲线图和柱状图。 1)曲线图 当一个变量的不同数值与另一变量呈现连续变化时，可采用曲线图的形式。一般说，两个变量中的一个将从属于一个有意改变的因素（如药物、刺激等），这一变量称为从属变量；而另一变量则不是实验因素影响所造成的变化（如时间），此为独立变量。习惯上，以横坐标表示独立变量，而以纵坐标表示从属变量。 为了区分对照组与实验各组的数据，常用实线/虚线结合各种图形表示各组的变化曲线及其数据点。分别将各组数据的各个点连起来，绘成曲线以表示数据的变化趋势。 为了用曲线图表示各点间统计学差异的意义，可以在图中使用标准差或标准误。表达方式是在数据点的上、下成单边划一适宜长度的垂直线，两端标以细的水平短线。垂直线的全长必须与标准差或标准误相一致，如果对照组与实验组在曲线上有重叠，为使曲线清晰，便于识别，可以在横坐标方向上把各数据点稍移动一点。 有时实验所得到的个别数值过于分散，因而不适于用这些数值绘制曲线，这时可计算出对照组与相应实验组数值差异的百分数，即（对照组数据-实验组数据）÷对照组数据×100%，然后分别求其平均数，并将其绘制于曲线图上，这样的相对数值常显示 比原来的绝对值更为集中，更能表现 实验结果的变化趋势。 2)柱状图 柱状图适用于比较在不同情况下所收集到的一系列数据，这些数据是不连续的或性质不同的。例如，从不同种类的动物体上收集到安静情况下的血压、心率、体温、呼吸频率等，可以用柱状图加以说明。柱状图可以横向设计，也可以纵向设计。无论哪种设计，均须注意宽度与高度的比例及它们之间的距离，以免出现过高或过宽的图状。柱状图也可用于两组间的比较，但需将实验组与对照组加以区分，以便辨别。在柱上加标准差或标准误以表示一组数据的离散程度。表达方式是在柱状图的顶端标以适当长度的垂直线，线的两端标以细的水平短线。垂直线的1/2在直方形内，另1/2在直方形外。也可只标出直方形外的那一部分。直方形内外垂直线的长度必须相同，并与所求得的标准差或标准误完全一致。 绘制图形后，需注明图号和图注，图注应明确简练，图号与图注应写于图的下方。所有的图解均需仔细标记，标明坐标轴上的变量数值及其单位。多组比较的曲线图应注明组别。在设计图解时，应在坐标轴上选择适宜的标度，使曲线在图中均匀分布，不致过于集中。如果实验结果中没有接近零位的数值，*好只绘出实际出现的坐标区域，以免曲线过于集中。 （三）实验报告的撰写 每次实验后每个学生必须及时撰写实验报告。实验报告写作应注意文字简练、通顺、书写清楚、整洁。在使用计算机辅助生物信号实验系统进行实验时，实验报告尽量采用网上提交。实验报告的主要内容包括：①姓名、专业、班级、组别、日期、温度和湿度等。②序号与实验名称。③实验目的。④方法和步骤：记录本次实验的操作方法及其步骤，不必详述。对照实验指导，如果实验仪器或方法临时有所变更，或因操作技术影响观察的可靠性时，可作简短说明。⑤结果。描述实验中出现的现象，提供必要的数据和图片，可辅助表格和数据图，使结果更为清晰。⑥讨论和结论：实验结果的讨论是根据已知的理论知识对结果进行解释和分析。要判断实验结果是否为预期的，如果出现非预期的结果，应该考虑和分析其可能的原因，还要指出此结果的生理意义。实验结论是从实验结果中归纳出来的一般的、概括性的判断，也就是这一实验所能验证的概念、原则或理论的简明总结。结论中一般不要罗列具体的结果。在实验结果中未能得到充分证明的理论分析，不要写入结论。实验的讨论和结论的书写是带有创造性的工作，应严肃认真，不要盲目照抄书本。如果参考课外读物，应注明出处。 二、动物生理学实验器械及其操作方法 动物生理学实验常用的器械较多，在此作一简单介绍。 （一）手术器械 1.手术刀 用于切开和解剖组织，由刀柄和刀片两部分组成，可根据手术部位与性质，选择大小不同的刀片。 常用的执刀法有4种（图1.1）。 图1.1 执刀方法 A.执弓式；B.握持式；C.执笔式；D.反挑式 1)执弓式 为*常用的一种执刀方式，动作范同广而灵活，用于腹部、颈部或股部的皮肤切口。 2)握持式 用于切割短小切口，用力轻柔而操作精细，如解剖血管、神经，作腹膜小切口等。 3)执笔式 用于切割范围较广、用力较大的切口，如截肢、较长的皮肤切口等。 4)反挑式 用于向上挑开，以免损伤深部组织，如挑开脓包等。 2.手术剪 主要用于剪皮肤或肌肉等软组织。此外也可用来分离组织，即利用剪刀的尖端插入组织间隙，分离无大血管的结缔组织等。手术剪分尖头剪和钝头剪，其尖端有直、弯两种。另外还有一种小型手术剪，叫眼科剪，主要用于剪切小血管或神经等柔软组织，眼科剪也有直头与弯头之分。正确的执剪姿势如图1.2所示。 图1.2 执剪法 3.止血钳 用于钳夹血管或出血点，以达到止血的目的。也用于分离组织、牵引缝线、把持和拔出缝针等。执止血钳的姿势与执手术剪姿势相同（图1.3）。开放止血钳的手法是：利用右手已套入止血钳环口的拇指与无名指相对挤压，继而以旋开的动作开放止血钳。止血钳按手术所需，分直或弯、有齿或无齿、长柄、无损伤及大中小等各类型。 4.持针钳 用于把持缝针，缝合各种组织。使用时应利用持针钳的*前端夹持缝针，而缝针被夹持的部位应在缝针尾端和中部始交界处。执持针钳与执手术剪姿势相同，但为了缝合方便，可不必将拇指和无名指套入环口中，而把持于近端柄处。 5.手术镊 主要用于夹持或提起组织，以便于剥离、剪开或缝合。手术镊分有齿和无齿两种。前者用于把持较坚韧的组织，如皮肤、筋膜、肌腱等。后者用于把持脆弱的组织，如血管、神经和黏膜。正确的执镊方法如图1.4所示。 6.骨钳 主要用于咬切骨组织，如打开颅腔或骨髓腔等。骨钳分为剪刀式和小蝶式两种（图1.5），前者适用于咬断骨质，后者适用于咬切骨片。 7.颅骨钻 主要用于开颅时钻孔（图1.6）。 8.毁髓针 专门用来毁坏蛙类脑髓和脊髓的器械，分为针柄和针部（图1.7）。 9.玻璃分针 专用于分离神经与血管的工具。有直头与弯头之分，尖端圆滑（图1.8）。 10.缝针 用于缝合各种组织。缝针有圆针和三棱针两种，又有直型和弯型之别，而且大小不一。圆针多用于缝合软组织，三棱针用于缝合皮肤，弯针用于缝合深部组织。 （二）其他器械 1.动脉夹 主要用于短期阻断动脉血流，如在插动脉套管时用（图1.9）。 2.蛙心夹 使用时将蛙心夹的前端夹住蛙心尖部，另一端借助丝线连于换能器上进行心脏活动的记录（图1.10）。 3.各种插管 根据实验的目的和方法的不同，在动物生理学实验中需用到各类插管，以作引导各生物信号之用和维持动物生命活动之需。如引导胸内负压所用的孟氏导管（图1.11A）；用于急性动物实验时插入气管，以保证呼吸通畅或记录呼吸运动信号的气管插管（图1.11B）；用粗细不同的塑料管制成动脉、静脉、输尿管插管等。 4.检压计 为同定于木板上的U形玻璃管，板上标有刻度。玻璃管内装有水银或有颜色的水，分别称为水银检压计和水检压计（图1.12），前者用于高压系统实验（如测量动脉血压），后者用于低压系统实验（如测量静脉血压或胸膜腔内压）。 5.实验支架 一般为在铁架台的基础上增加一个适用于某些实验专用的装置而成，图1.13示专用于夹持血压换能器的支架和万能支架。 图1.13 各种实验支架 （三）器械的消毒 慢性动物实验所用的器械必须进行消毒。金属器械的灭菌除了带列的切割器械外，其他均可使用煮沸灭菌方法。在煮沸灭菌锅中装入蒸馏水，加入2%碳酸氢钠，加热煮沸20min，取出烘干。注射器等簿玻璃制品也可煮沸消毒。带刃的金属器械和缝针及缝线用1：1000稀释的苯扎溴铵（新洁尔灭）溶液浸泡30min以上，使用前
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